Informacija

Suprasti intracelulinę ir ekstraląstelinę koncentraciją (membranos potencialą)


Turiu 4 klausimus (ne namų darbus)

Kas atsitiks su ląstelių membranos potencialu, jei:

a) Na+ lauke pakyla 40 mM

b) K+ viduje pakyla 10 mM

c) K+ lauke pakyla 10 mM

d) A- (nepralaidus jonas) viduje pakyla 100 mM

e) Na+ sumažėjimas 50 mM

Taigi mano atsakymai tokie:

a - hiperpoliarizacija (labiau neigiama)

b - Depolarizavimas (teigiamiau)

c - hiperpolarizavimas

d - depoliarizacija

e - depoliarizacija

Manau taip:

Membraninis potencialas yra elektrinio potencialo SKIRTIS ląstelės viduje ir išorėje. Kai sakome, kad ląstelės ramybės potencialas yra -60 mV, tai reiškia, kad ląstelė turi 60 mV MAŽESNIĄ nei tarpląstelinė erdvė.

Taigi, kai manęs klausia, kas atsitiks, jei staiga padidės tarpląstelinė erdvė mV (pirmasis klausimas), tada galiu pasakyti, kad dabar skirtumas yra DIDESNIS nei 60 mV, o dabar iš tikrųjų yra 100 mV, nes tarpląstelinė erdvė padidėjo 40 mV, tada pridėjus jau nustatytą 60 mV.

Ar tai teisingas būdas galvoti apie šias problemas?


Afaik, galite apibūdinti potencialus tarp dviejų ląstelių membranos pusių naudodami Nernst lygtį. Yepp wikipedia rašo tą patį čia.

Membranos potencialas yra labai svarbus dalykas, nes žmogaus ląstelėms reikia stabilios vidinės Na+, K+, Ca2+ir tt koncentracijos, kad jos tinkamai veiktų. Ši koncentracija gali priklausyti nuo rūšies, pavyzdžiui, augalų ląstelės veikia visiškai kitaip nei gyvūnų ląstelės, jų citoplazmoje yra daugiau Na+ nei K+. Taigi kiekviena žmogaus ląstelė turi išlaikyti membranos potencialą, jei nenori mirti. Tam reikia daug ATP (energijos) ... Žmogaus ląstelės paprastai išlaiko šį potencialą prieš kraujo plazmą. Citoplazmoje yra apie 120 mM K+ ir 15 mM Na+, tuo tarpu kraujo plazmoje yra apie 5 mM K+ ir 140 mM Na+. Galite suskaičiuoti membranos potencialą iš šių koncentracijų naudodami Nernst lygtį (trumpas pristatymas kaip). Nepamenu tikslios mV vertės, nesvarbu. Taigi žmogaus ląstelės vargu ar stengiasi išlaikyti Na+ išorėje ir K+ viduje ir gali mirti dėl galimų membranos pokyčių (pvz., Kai joms reikia per daug energijos vidinei koncentracijai ir (arba) osmoliariškumui palaikyti).

Jaudinančios ląstelės, pvz. nervų ląstelės arba raumenų ląstelės yra labai ypatingos, nes jos gali greitai pakeisti savo membranos potencialą, siunčiant K+, Ca+arba siunčiant Na+. Dėl to gali atsirasti mažų elektros iškrovų, kurios gali būti naudojamos elektriniams signalams siųsti ar raumenims susitraukti ir pan. ... Skirtingos ląstelės turi skirtingas iškrovos diagramas, pvz. aksonai turi kažką panašaus:

  • 1 paveikslas - aksono elektros iškrovos diagrama - šaltinis

o raumenys turi kažką panašaus:

  • 2 paveikslas - raumenų elektros iškrovos diagramos - šaltinis

Apibendrinant tai gali priklausyti nuo to, kas atsitiks, bet iš esmės jūs galite suskaičiuoti naują potencialą naudodami Nernst lygtį pagal jūsų paminėtus koncentracijos pokyčius ...


Be membranos potencialo žmogaus gyvenimas nebūtų įmanomas. Visos gyvos ląstelės išlaiko galimą skirtumą per savo membraną. Paprasčiau tariant, membranos potencialą lemia svarbių jonų koncentracijos ir pralaidumo per membraną skirtumai. Dėl nevienodos jonų koncentracijos membranoje membrana turi elektros krūvį. Membraninio potencialo pokyčiai sukelia veiksmų potencialą ir suteikia ląstelėms galimybę siųsti pranešimus aplink kūną. Tiksliau tariant, veikimo potencialas yra elektriniai signalai, kuriais šie signalai perduoda eferentinius pranešimus į centrinę nervų sistemą, kad juos apdorotų, ir aferentinius pranešimus toliau nuo smegenų, kad sukeltų tam tikrą reakciją ar judesį. Daugybė aktyvių pernešimų, įterptų į ląstelės membraną, prisideda prie membranos potencialo sukūrimo, taip pat prie universalios dvigubo lipidinio sluoksnio ląstelinės struktūros. Chemija, susijusi su membranos potencialu, pasiekia daugelį mokslo disciplinų. Chemiškai tai apima moliškumą, koncentraciją, elektrochemiją ir Nernst lygtį. Fiziologiniu požiūriu membranos potencialas yra atsakingas už pranešimų siuntimą į centrinę nervų sistemą ir iš jos. Tai taip pat labai svarbu ląstelių biologijoje ir parodo, kaip ląstelių biologija yra iš esmės susijusi su elektrochemija ir fiziologija. Esmė ta, kad membranos potencialas veikia jūsų kūne šiuo metu ir visada bus tol, kol gyvenate.

Membraninio potencialo tema apima įvairias mokslo disciplinas. Membranos potencialas vaidina svarbų vaidmenį chemijos, fiziologijos ir biologijos studijose. Membraninio potencialo tyrimo kulminacija įvyko XIX ir XX amžiaus pradžioje. XX amžiaus pradžioje vyras, profesorius Bernsteinas, iškėlė hipotezę, kad yra trys veiksniai, lemiantys membranos potencialą - membranos pralaidumą ir tai, kad [K+] yra didesnis ląstelės viduje ir mažesnis išorėje. Jis buvo labai arti teisybės, tačiau jo pasiūlymas turėjo tam tikrų trūkumų. Waltheris H. Nernstas, žinomas dėl Nernst lygties sukūrimo ir 1920 m. Nobelio chemijos premijos laureatas, buvo pagrindinis membranos potencialo tyrimo dalyvis. Jis sukūrė Nernst lygtį, kad išspręstų konkretaus jono pusiausvyros potencialą. Goldmanas, Hodgkinas ir Katzas tęsė membranos potencialo tyrimą, sukurdami Goldmano-Hodžkino-Katzo lygtį, kad būtų atsižvelgta į visus jonus, kurie gali prasiskverbti į membraną ir paveikti jos potencialą. Membraninio potencialo tyrimas naudoja elektrochemiją ir fiziologiją, kad suformuluotų galutinę idėją, kaip krūviai yra atskirti per membraną.

Figūra 1. Jonų koncentracijos skirtumai priešingose ​​ląstelės membranos pusėse sukelia įtampos skirtumą, vadinamą membranos potencialu. Didžiausią indėlį paprastai turi natrio (Na +) ir chlorido (Cl & ndash) jonai, kurių koncentracija tarpląstelinėje srityje yra didelė, ir kalio (K +) jonai, kurie kartu su dideliais baltymų anijonais turi didelę koncentraciją ląstelėje. Kalcio jonai, kurie kartais atlieka svarbų vaidmenį, nerodomi.


Ląstelių jonų koncentracijos ir membranos potencialo apskaičiavimas iš ląstelės pritvirtinto ir išpjauto pleistro matavimų. Citozolinė K+ koncentracija ir membranos potencialas Vicia faba apsauginėse ląstelėse

Jonų kanalų aktyvumas prie ląstelių pritvirtintame pleistro įraše rodo kanalo elgesį fiziologiškesnėmis sąlygomis nei visos ląstelės ir išpjautas pleistras. Tačiau prie ląstelės pritvirtinto pleistro matavimų analizę apsunkina tai, kad sistema yra blogai apibrėžta, atsižvelgiant į ląstelės jonų veiklą ir elektrinį potencialą, kurį faktiškai patiria membraninis pleistras. Todėl iš kelių pleistro ir gnybtų konfigūracijų informacija, gauta atliekant matavimus su ląstelėmis, yra dviprasmiškiausia. Šiuo tyrimu siekiama geriau suprasti ląstelių pritvirtintų pleistrų matavimus. Čia aprašome metodą, kaip apskaičiuoti ląstelės jonų koncentraciją ir membranos potencialą, vyraujantį įrašant prie ląstelės pritvirtintą pleistrą. Pirmasis žingsnis yra nepažeistos ląstelės įėjimo pasipriešinimo svarbos analizė, matuojant ląstelę. Antrasis žingsnis ir faktinis skaičiavimas grindžiamas vieno kanalo laidumo ir apsisukimo potencialo palyginimu prie ląstelės pritvirtinto pleistro ir išpjautos pleistro konfigūracijų. Metodas parodytas matuojant membranos potencialą ir citozolinę K+ koncentraciją Vicia faba apsauginėse ląstelėse. Čia aprašytas metodas yra patraukli alternatyva citozolinių jonų koncentracijų matavimui fluorescenciniais zondais arba mikroelektrodais.


Suprasti intracelulinę ir ekstraląstelinę koncentraciją (membranos potencialas) - biologija

JONŲ KONCENTRACIJOS MANIPULIACIJOS

Pasibaigus veikimo potencialo skyriui, pastebėjote, kad pakartotiniam veikimo potencialo generavimui reikalingi tiek įtampos riboti Na +, tiek įtampos (uždelsto lygintuvo) K + kanalai. Šiame skyriuje jūs patikrinsite savo supratimą apie šių dviejų tipų kanalų savybes, manipuliuodami Na + ir K + koncentracija ląstelėje ir už jos ribų. Jūs vis dar skatinate dabartinį spaustuko eksperimentą.

Turite pradėti nuo kito ekrano, todėl įkelkite & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . Patikrinkite, ar pradedate nuo to paties laidumo & ltParametrai, konduktyvumas ir gt ir jonų koncentraciją & ltParametrai, jonai ir gt . Pakeiskite įpurškiamos srovės kiekį į 0: & ltParametrai, protokolas ir gt Įpurškiama srovė = 0 nA. P ress & ltBėgimas, pradžia & gt.

Išbandykite įpurškiamos srovės kiekio keitimo poveikį: keiskite & ltParametrai, protokolas ir gt Įpurškiama srovė = 1 nA, tada 2 nA, tada 5 nA . Palyginkite rezultatus paspausdami & ltBėgimas, perdanga & gt po kiekvieno pakeitimo. Kas atsitiks su veikimo potencialo viršūne ir veiksmų potencialo skaičiumi, kuris susidaro reaguojant į kiekvieną dabartinį žingsnį ? Galvojant apie kanalo lygmenį, ar galite paaiškinti šį atsakymą?

Pažvelkime į tarpląstelinės K + koncentracijos keitimo poveikį. Įkelti iš naujo & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . P ress & ltBėgimas, pradžia & gt . Tai atsakas į 2 nA įpurškiamą srovę, kurią matėte anksčiau. Kas, jūsų manymu, atsitiks su ramybės būsenos membranos potencialu (t. Y. Atsako dalimi prieš dabartinį žingsnį), jei sumažės tarpląstelinė K + koncentracija? Ar ląstelė vis tiek sugebės sukurti veikimo potencialą? Atlikite šį eksperimentą keisdami & ltParameters, Ions & gt [K] o = 0,1. & ltBėgimas, perdanga & gt.

Ar ląstelė galėtų sukurti veikimo potencialą, jei pakoreguotumėte ramybės membranos potencialo pasikeitimą? Atlikite šį eksperimentą, pakeisdami bazinę srovę, kad kompensuotumėte K + pusiausvyros potencialo pokyčius & ltParameters, Protocol & gt Bazinė srovė = 0,8. & ltBėgimas, perdanga & gt. Jei sukuriamas veikimo potencialas, ar jis toks pat kaip ir tada, kai ekstraląstelinė K + koncentracija buvo „normali“ (3,1 mM)?

Taigi, ko tikėtumėtės, jei atliktumėte panašią tarpląstelinės Na + koncentracijos manipuliaciją? Ar poliarizacija bus panaši ar priešinga tam, ką matėte naudodami K +? Įkelti iš naujo & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . P ress & ltBėgimas, pradžia & gt . Pakeiskite tarpląstelinę Na + koncentraciją & ltParameters, Ions & gt [Na] o = 0,1. & ltBėgimas, perdanga & gt. Ištaisykite ramybės membranos potencialo pasikeitimą, pakeisdami bazinę srovę, kad kompensuotumėte Na + pusiausvyros potencialo pokyčius & ltParameters, Protocol & gt Bazinė srovė = 2,25. & ltRun, Overlay & gt Ką šis eksperimentas pasakoja apie Na + (ir K +) kanalų vaidmenį kuriant veiksmų potencialą?

Paskutinis eksperimentas yra toliau išnagrinėti K+ vaidmenį repolarizacijoje. Baker, Hodgkinas ir Shaw pasinaudojo dideliu kalmarų milžiniško aksono dydžiu, kad išspaustų aksoplazmą, tarsi tai būtų dantų pastos tūbelė, ir pakeitė aksoplazmą dirbtine, kurioje yra skirtingų jonų koncentracijų. Šiuolaikiniuose viso ląstelių įrašymo eksperimentuose panašios manipuliacijos tarpląstelinių jonų koncentracijomis gali būti atliekamos keičiant tirpalo savybes įrašymo elektrodo viduje. Įkelti iš naujo & ltFile, Open & gtACTIVE.CCS . P ress & ltBėgimas, pradžia & gt . Pakeiskite tarpląstelinę K + koncentraciją & ltParameters, Ions & gt [K] i = 0,1. & ltBėgimas, perdanga & gt. Kas atsitinka su ramybės membranos potencialu?

Taigi, kas atsitiks, jei pakoreguosite poilsio potencialo pasikeitimą ir pritaikysite dabartinį žingsnį? Ištaisykite ramybės membranos potencialo pasikeitimą, pakeisdami bazinę srovę, kad kompensuotumėte K + pusiausvyros potencialo pokyčius & ltParameters, Protocol & gt Bazinė srovė = -3 nA. & ltRun, Overlay & gt Ką šis eksperimentas pasakoja apie Na + (ir K +) kanalų vaidmenį kuriant veiksmų potencialą?


Nod faktoriaus struktūros, atsakas ir suvokimas inicijuojant mazgelį

Mazgelių vystymosi pradžia, šakniastiebių ir ankštinių augalų simbiozės rezultatas, nustatoma keičiantis cheminiais junginiais tarp mikrosimbionto ir ankštinio augalo šeimininko. Šioms signalinėms molekulėms priklauso lipochitooligosacharidinio mazgo (Nod) faktoriai, kuriuos išskiria rizobija. Nod veiksniai susideda iš acilinto chitino oligomerinio stuburo su įvairiais pakaitalais (ne) redukuojančiuose galiniuose ir (arba) galiniuose likučiuose. Jie skatina šaknies plaukelių susidarymą ir deformaciją, šarminimą ląstelėse ir jų viduje, membranos potencialo depoliarizaciją, jonų srautų pokyčius, ankstyvą nodulino geno ekspresiją ir mazgelių pradų susidarymą. Nod veiksniai vaidina pagrindinį vaidmenį inicijuojant mazgą ir veikia esant nano-pikomolinėms koncentracijoms. Norint sukelti tam tikrą augalo atsaką, reikalinga teisinga cheminė struktūra, o tai rodo, kad Nod faktoriaus ir receptoriaus sąveika (-os) yra prieš Nod faktoriaus sukeltą signalo perdavimo kaskadą. Akcentuojami dabartiniai duomenys apie Nod faktoriaus struktūras ir Nod faktoriaus sukeltas reakcijas, taip pat naujausi pažangos apibūdinant baltymus, galbūt susiję su augalo šeimininko Nod faktorių atpažinimu.


Rezultatai

Elektrodinis difuzinis „Pinsky-Rinzel“ modelis

Čia siūlomas elektrinis difuzinis „Pinsky-Rinzel“ (edPR) modelis yra įkvėptas originalaus „Pinsky-Rinzel“ (PR) modelio [3], kuris yra dviejų skyrių (soma + dendritas) CA3 hipokampo ląstelių modelio versija, iš pradžių sukurta „Traub“ ir kt. [2]. Originaliame PR modelyje somatiniame skyriuje yra Na + ir K + uždelsto lygintuvo srovės (Na ir K – DR), o dendritiniame skyriuje yra nuo įtampos priklausanti Ca 2+ srovė (Ca), nuo įtampos priklausanti K + hiperpolarizacijos srovė (K - AHP), ir nuo Ca 2+ priklausoma K + srovė (K – C). Be to, abiejuose skyriuose yra pasyvios nuotėkio srovės. Nepaisant nedidelio skyrių ir laidumo skaičiaus, PR modelis gali atkurti įvairius realius šaudymo modelius, reaguodamas į somatinius ar dendritinius dirgiklius, įskaitant somatinius AP ir dendritinius kalcio šuolius.

EdPR modelyje mes pritaikėme visus pirminio PR modelio mechanizmus. Be to, mes (i) padarėme visus jonų kanalus ir pasyvias nuotėkio sroves konkrečius jonus, (ii) įtraukėme 3Na + /2K + siurblius (siurblys), K + /Cl - vežėjai (KCC2), Na + /K + /2Cl - pervežėjai (NKCC1) ir Ca 2+ /2Na + šilumokaičiai (Ca - dec) ir (iii) apėmė du tarpląstelinius skyrius (už soma + išorinis dendritas). Norėdami apskaičiuoti edPR dinamiką, mes naudojome elektrodifuzinę KNP sistemą, kad nuosekliai apskaičiuotume įtampos ir jonų koncentracijos dinamiką intra- ir tarpląsteliniuose skyriuose [60]. Modelis apibendrintas 2 paveiksle ir išsamiai aprašytas skyriuje Metodai.

(A) Du plius du skyriai (soma + dendritas), su tarpląsteline erdve kairėje ir tarpląstelinėje erdvėje dešinėje. Dalyvauja dviejų rūšių skirtingų jonų rūšių srautai k: transmembraniniai srautai (jk, dm, jk, sm) ir intra- bei ekstraląsteliniai srautai (jk, t, jk, e). Potencialo dinamika ϕ ir jonų koncentracijos dinamika visuose skyriuose buvo apskaičiuota naudojant elektrodifuzinę sistemą, užtikrinančią masinį elektroneutralumą ir nuoseklų jonų koncentracijos, elektros krūvio ir įtampos santykį. (B) Aktyvios srovės buvo paimtos iš pradinio PR modelio [3]. Somoje tai sudarė Na + ir K + uždelstos lygintuvo srovės (INa ir ašK-DR). Dendrituose juos sudarė nuo įtampos priklausanti Ca 2+ srovė (ICa), Ca 2+ priklausoma K + srovė (IK-C), ir nuo įtampos priklausanti K + hiperpolarizacijos srovė (IK-AHP). Jonų specifines pasyvias (nuotėkio) sroves ir homeostatinius mechanizmus iš ankstesnio modelio paėmė Wei ir kt. [45] ir buvo identiški somos ir dendrito atžvilgiu. Tai buvo Na +, K + ir Cl nuotėkio srovės, 3Na + /2K + siurblys (Isiurblys), K + /Cl - transporteris (IKCC2) ir Na + /K + /2Cl - pervežėjas (INKCC1). Be to, soma ir dendritas apėmė Ca 2+ /2Na + šilumokaitį (ICa-dec), užtikrinant tarpląstelinį Ca 2+ skilimą, panašų į PR modelį.

Pagrindiniai dinaminiai kintamieji elektrodifuziniame Pinsky-Rinzel modelyje

Nors pagrindinis pradinio PR modelio kintamasis yra membranos potencialas ϕm, edPR modelis leidžia mums apskaičiuoti daugybę kintamųjų, susijusių su neurodinamika. EdPR modelio funkcionalumas iliustruotas 3 paveiksle, kuriame parodyta 60 s simuliacija, kai modelis dega 1 Hz dažniu 10 s. Mes nubraižėme išvesties kintamųjų pasirinkimą, įskaitant membranos potencialus (3A ir 3B pav.), Tarpląstelinius potencialus (3C ir 3D pav.), Visų jonų koncentracijų dinamiką visuose skyriuose (3E – 3H pav.), Koncentracijos poveikį jonų pasikeitimui potencialus (3I – 3J pav.), koncentracijos poveikį tarpląstelinės ir tarpląstelinės terpės elektros laidumui (3K pav.) ir 3Na + /2K + siurblių ir Ca 2+ /2Na + šilumokaičių ATP suvartojimą (3L pav.).

27 pA pakopinė srovė buvo įpurškta į somatinį skyrių tarp t = 10 s ir t = 20 s, o modelis reagavo su šaudymo dažniu 1 Hz. (A-B) Membranos potencialas ϕm atitinkamai somos ir dendrito. (C-D) Ekstraląstelinis (indekso e) potencialas ϕe atitinkamai somos (indeksas s) ir dendrito (indeksas d). Dendritinis tarpląstelinis skyrius buvo pasirinktas kaip atskaitos taškas apskaičiuojant potencialus, taigi ϕde pagal apibrėžimą buvo lygus nuliui. Kadangi amplitudės ϕm buvo daug didesni nei ϕe, tarpląsteliniai (indeksas i) potencialai (ϕi = ϕe+ ϕm) buvo panašūs į ϕm, todėl nerodomas. (E-H) Visų jonų rūšių k (Na +, Cl -, K +, Ca 2+) jonų koncentracijos dinamika visuose keturiuose skyriuose, parodyta atsižvelgiant į jų nukrypimą nuo pradinės koncentracijos. (I-J) Visų somos ir dendrito jonų rūšių pasikeitimo potencialo pokyčiai. (K) Intra- ir tarpląstelinės terpės laidumo pokytis (σi ir σe, atitinkamai). (L) Sukauptas ATP molekulių, sunaudotų 3Na + /2K + siurblių ir Ca 2+ /2Na + šilumokaičių, skaičius.

Skirtingai nuo neuronų modelių, pagrįstų kabelių teorija, kur ϕe manoma, kad yra nulis, todėl ϕm = ϕi, apskaičiuojamas „edPR“ modelis ϕm, ϕi, ir ϕe iš nuoseklios sistemos, iš kurios atsiranda efasinis poveikis ϕe ant ϕm yra apskaitomi (3C pav.). Dėl elektros jungties tarp somos ir dendrito, svyravimai ϕm buvo panašūs šiuose skyriuose, o išsamesnė AP formų analizė pateikta toliau. Nors veikimo potencialas iš esmės sukėlė depolarizaciją, o po to - repolarizaciją ϕm, jo tarpląstelinis parašas iš esmės buvo įtampos kritimas (iki maždaug -5 mV), po kurio padidėjo įtampa (iki maždaug +5 mV). Šis dvifazis tarpląstelinio AP parašo atsakas buvo pastebėtas keliuose tyrimuose (analizę žr. [20, 21]). Eksperimentiniuose įrašuose amplitudės ϕe svyravimai paprastai yra apie 100 μV, kuris yra daug mažesnis nei numatytas edPR modelyje. Neatitikimas yra artefaktas, daugiausia dėl 1D aproksimacijos EDPR modelyje (žr. Diskusija). Dendritinis tarpląstelinis potencialas (3D pav.) Pagal apibrėžimą visada buvo lygus nuliui, nes šis skyrius buvo naudojamas kaip atskaitos taškas potencialui.

Neuronų šaudymo poveikis jonų koncentracijos dinamikai parodytas 3E – 3H pav. Prieš prasidedant dirgikliui, ląstelė ilsėjosi esant maždaug -68 mV, o jonų koncentracija išliko prie pradinės vertės. AP šaudymo metu jonų koncentracijos įvairiuose skyriuose kinta dėlionės būdu, išskyrus Ca 2+, kuris tarp kiekvieno AP grįžo į pradinę padėtį ir pastebimai skyrėsi tik dendrito viduje/išorėje, nes somoje nebuvo Ca 2+ kanalų . Kadangi tarpląstelinis tūris buvo perpus didesnis už tarpląstelinį tūrį, tarpląstelinių jonų koncentracijos pokyčiai buvo maždaug du kartus didesni nei tarpląstelinių jonų koncentracijos pokyčiai. Dėlionės modelis buvo ryškiausias K + ir Na + koncentracijoms, nes tai buvo pagrindiniai AP tarpininkai (3E – 3H pav.). Šis modelis atspindi (i) laipsniškų žingsnių nuo pradinės koncentracijos ciklą, kurį sukėlė AP metu veikiančių mechanizmų kompleksas, o po to (ii) lėtesnis skilimas atgal į pradinį lygį, kurį sukėlė siurbliai ir transporteriai, dirbantys tarp AP. Šio modeliavimo metu skilimas buvo neišsamus, todėl kiekvienos iš eilės AP koncentracijos pasiekė palaipsniui didesnes didžiausias vertes. Tačiau, kaip parodysime vėliau (žr. Skyrių „EdPR modelis numato homeostatinį gedimą dėl didelio šaudymo greičio“), koncentracijos šiuo atveju priartėjo prie nuo šaudymo dažnio priklausančios pastovios būsenos.

Kai 3 pav. Degimas nutrūko, siurbliai ir transporteriai galėjo nepertraukiamai dirbti, kad atkurtų pradinę jonų koncentraciją. Ramybės membranos potencialas, apie -68 mV, buvo atkurtas gana greitai (ms laiko skalė). Po to lėtesnis jonų koncentracijos atkūrimo procesas įvyko dėl elektroneutralaus jonų mainų tarp neurono ir tarpląstelinės erdvės. Visiškas pradinės koncentracijos atsigavimas buvo maždaug 80 s (tai patvirtinta atlikus ilgesnį modeliavimą nei parodyta 3 pav.).

Kadangi modeliavimo metu kinta jonų koncentracija, keitėsi ir jonų apsisukimo potencialas, E k(3I – 3J pav.). Didžiausias pokytis buvo pastebėtas dendrito Ca 2+ apsisukimo potencialui (Ek, d), kuris per AP sumažėjo net -30 mV (t. y. nuo pradinės 124 mV vertės iki 94 mV). Paaiškinimas yra tas, kad bazinė tarpląstelinė Ca 2+ koncentracija yra labai maža (100 nM), palyginti su kitų jonų rūšių (kelių mM) koncentracijomis, todėl modeliavimo metu patyrė daug didesnį santykinį pokytį. Tarp pagrindinių krūvininkų (Na +, Cl -, K +) mažiausia K + koncentracija nustatyta tarpląstelinėje erdvėje (metodų 5 lentelė). Dėl šios priežasties buvo rastas antras pagal dydį pasikeitimo potencialo pokytis EK, kuris padidėjo maždaug 5 mV (t. y. nuo bazinės vertės nuo -84 mV iki -79 mV) tiek somoje, tiek dendrituose. Pasikeitimai ECa ir EK parodytame modeliavime turėjo palyginti nedidelį poveikį šaudymo modeliui, nes santykinis varomosios jėgos pokytis ϕmEk nebuvo toks sunkus.

Laidumas (σ) iš tarpląstelinių ir tarpląstelinių tirpalų priklauso nuo laisvų krūvininkų ir yra edPR modelio jonų koncentracijos ir jų mobilumo funkcijose (plg. 19 ekv.). Pasikeitimai σ buvo minimalios čia imituojamomis sąlygomis (3K pav.), t.y. σ skiriasi keli μS/m per modeliavimą, o baziniai lygiai atitinkamai buvo maždaug 0, 11 S/m ir 0, 59 S/m intracelulinių ir ekstraląstelinių tirpalų.

Galiausiai, 3Na + /2K + siurblys ir Ca 2+ /2Na + šilumokaitis naudoja energiją ATP pavidalu, kad jonai judėtų prieš jų nuolydžius. Siurblys 3Na + /2K + keičia 3 Na + jonus į 2 K + jonus ir sunaudoja vieną ATP per ciklą [63], o mes manėme, kad Ca 2+ /2Na + šilumokaitis sunaudojo 1 ATP per ciklą (ty per Ca 2+ pasikeitė, kaip ir [64]). Kadangi „edPR“ modelis aiškiai modeliuoja šiuos procesus, modeliavimo metu galėtume apskaičiuoti siurblių ATP (energijos) suvartojimą. 3L paveiksle parodytas sukauptas ATP skaičius, suvartotas nuo modeliavimo pradžios. Siurblys 3Na + /2K + nuolat veikė, nes kovojo su nuotėkio srovėmis ir siekė išlaikyti pradinę koncentraciją dar prieš prasidedant dirgikliui. Prieš prasidedant stimului, jis vartojo ATP pastoviu greičiu (linijinė kreivė), kuri tik šiek tiek padidėjo t = 10 s, kai neuronas pradėjo šaudyti (mažas įlenkimas kreivėje). Kadangi neurone nebuvo pasyvaus Ca 2+ nuotėkio, Ca 2+ /2Na+ šilumokaičiai buvo aktyvūs tik tuo metu, kai neuronas šaudė. Šaudymo metu Ca 2+ /2Na + šilumokaitis kovojo su Ca 2+, patenkančiu per dendritinius Ca 2+ kanalus, ir tada sunaudojo maždaug tiek pat energijos, kiek 3Na + /2K + siurblys (lygiagrečios kreivės). Anksčiau buvo pranešta apie didelę dendritinių Ca 2+ šuolių metabolinę kainą ir žievės 5 sluoksnio piramidiniuose neuronuose [64].

Atkreipiame dėmesį, kad edPR modelis turėjo stabilią ramybės būseną prieš prasidedant dirgikliui ir kad jis grįžo į šią ramybės būseną po to, kai dirgiklis buvo išjungtas. Šioje ramybės būsenoje jonų koncentracija išliko pastovi, ir ϕm buvo apie -68 mV. Ši ramybės pusiausvyra atsirado dėl pusiausvyros tarp jonams būdingų nuotėkio kanalų, siurblių ir transporterių, kuriuos mes patvirtinome iš ankstesnių tyrimų (žr. Metodai). Tačiau homeostatinės pusiausvyros buvimas nebuvo labai jautrus modelio parametrų pasirinkimui. Kaip mes patvirtinome atlikdami jautrumo analizę, kintantys membranos parametrai (po vieną) su ± 15% numatytųjų verčių nepanaikino stabilios ramybės būsenos, bet pakeitė poilsio potencialą maksimaliai ± 3 mV (4A pav.) Ir ramybės būsenos koncentraciją maksimaliai 5% (4B – 4E pav.).

Jautrumas (A) somatinės membranos potencialas (ϕsm) ir (B-E) jonų koncentracijos už somos ribų, atsižvelgiant į nuotėkio laidumo pokyčius ir ATPazės siurblio stiprumą ρir bendro transporterio stipriosios pusės Unkcc1 ir Ukcc2. Modelis buvo paleistas 10 sekundžių su numatytais parametrais. At t = 10 s, pasirinkti parametrai buvo pakeisti po vieną kiekvienam modeliavimui ± 15% numatytosios vertės. Visais atvejais per 3 minučių modeliavimą modelis priartėjo prie naujos pastovios būsenos, kuri smarkiai nesiskyrė nuo numatytosios pastovios būsenos. Labiausiai jautrus buvo poilsio potencialas. Tai nenuostabu, nes Na + turi apsisukimo potencialą (57 mV), kuris yra toliausiai nuo poilsio potencialo (≈ -68 mV), todėl varomoji jėga (ϕmEk) didžiausias Na +. Visi koncentracijos kintamieji buvo jautriausi arba arba ρ. [Ca 2+]se ir [Cl -]se jautrumas šiems parametrams buvo netiesioginis, t. y. dėl jų poveikio ramybės būsenai ir varomosioms jėgoms. (A-E) Rezultatai rodomi tik somatiniams skyriams, nes dendritiniuose skyriuose jie buvo beveik identiški. Buvo parodyta tik tarpląstelinė koncentracija, tačiau tarpląstelinė koncentracija tuo pačiu metu buvo šiurkšti, o tarpląsteliniai nukrypimai nuo numatytųjų verčių buvo mažesni (dėl didesnės tarpląstelinės tūrio dalies). Kaip parodyta 3L paveiksle, Ca 2+ /2Na + šilumokaitis neaktyvus poilsio metu, todėl jis nebuvo įtrauktas į jautrumo analizę.

EdPR modelis atkuria trumpalaikio pradinio PR modelio šaudymo savybes

Elektrodinio difuzinio (edPR) modelio grindimas anksčiau sukurtu (PR) modeliu buvo ta, kad norėdami apriboti „edPR“ modelį, norėjome naudoti pradinio PR modelio šaudymo savybes kaip „pagrindinę tiesą“. Visų pirma norėjome, kad „edPR“ modelis kokybiškai atkartotų somatinių veiksmų potencialo ir dendritinių Ca 2+ šuolių sąveiką, nes tai buvo esminė pradinio PR modelio savybė [3]. PR modelyje ši sąveika labai priklausė nuo somos ir dendrito skyriaus jungties stiprumo (sukabinimo laidumo). Silpna jungtis sukėlė svyrantį stalo teniso efektą, kai somatinis AP sukėlė dendritinį Ca 2+ šuolį, kuris savo ruožtu grįžo į somą, sukeldamas antrinius virpesius ϕm (5A pav.). Esant stipriai (maždaug penkis kartus stipresnei) jungčiai, somatinės ir dendritinės reakcijos tapo panašesnės, kaip tikėtasi (5B pav.).

Originalus PR modelis (viršutinė eilutė) ir edPR modelis (apatinė eilutė) turi tas pačias smaigalio formos charakteristikas. (A) Smeigtuko forma PR modelyje, skirta silpnai jungčiai (mažas jungties laidumas) tarp somos ir dendrito. (B) Smeigtuko forma PR modelyje, užtikrinanti stiprią jungtį (aukštą tarpląstelinį laidumą) tarp somos ir dendrito. (C) Smaigo forma „edPR“ modelyje, skirta silpnai jungčiai tarp somos ir dendrito. (D) EdPR modelio smaigalio forma, skirta stipriai sujungti somą ir dendritą. (REKLAMA) Žingsnio stimuliavimo srovė buvo įjungta t = 10 s, o stimulo stiprumas yra 1,35 μA/cm 2 colių (A), 0.78 μA/cm 2 colių (B), 31 pA colio (C)ir 27 pA colio (D). Plokštėse rodomos pasirinkto smaigalio nuotraukos. Išsamų naudojamų parametrų aprašymą rasite Metodų skyriuje Parametrizacijos.

Kadangi „edPR“ modelyje buvo membraniniai mechanizmai ir efafiniai efektai, kurių nebuvo PR modelyje, pasirinktus „edPR“ modelio parametrus reikėjo iš naujo suderinti, kad gautumėte panašų šaudymą kaip ir PR modelis (žr. Metodai). Pasirinkę „edPR“ modelio parametrus (žr. Skyrių „Parametrizavimas“), mes galėjome atkurti būdingus bruožus, pastebėtus PR modelyje, esant silpnam (5C pav.) Ir stipriam (maždaug penkis kartus stipresniam) ryšiui tarp somos ir dendrito ( 5D pav.).

EdPR modelis numato homeostatinį gedimą dėl didelio šaudymo greičio

Kaip minėta anksčiau, PR modelis, kaip ir dauguma esamų neuronų modelių, buvo sukurtas darant prielaidą, kad jonų koncentracijos poveikis yra nereikšmingas, prielaida, kuri yra pateisinama trumpalaikei neurodinamikai ir ilgalaikei dinamikai, jei aktyvumo lygis yra pakankamai žemas homeostatinius mechanizmus, kad laikui bėgant koncentracija būtų artima pradinei. Taigi mes tikimės, kad bus scenarijus (S1) su vidutiniškai mažu šaudymo greičiu, kai PR ir edPR modeliai gali nuolat ir reguliariai šaudyti ilgą laiką, rodydami panašias šaudymo savybes, ir kitas scenarijus (S2), kurio šaudymo greitis yra didesnis , kur PR ir edPR modeliai iš pradžių modeliavimo metu pasižymi panašiomis degimo savybėmis, tačiau kai abiejų modelių dinamika laikui bėgant skiriasi dėl homeostazinio gedimo, kurį sukėlė edPR modelis, bet ne PR modelis (kuris ad hoc daro nepriekaištingą homeostazę) ). Dviejų tokių scenarijų modeliavimas parodytas 6 ir 7 pav.

PR modelio ir „edPR“ modelio modeliavimas, kai abu modeliai yra varomi pastoviu įėjimu, suteikiant jiems maždaug 1 Hz šaudymo dažnį. Modeliavimas apėmė vieną valandą (3600 s) biologinio laiko. (REKLAMA) 10 s somatinės membranos potencialo dinamikos pavyzdys ϕsm ir dendritinės (laisvos) Ca 2+ koncentracijos PR modelyje (A-B) ir „edPR“ modelis (C-D). Šis įprastas šaudymo modelis buvo išlaikytas per visą 3600 s modeliavimą abiejuose modeliuose (įterptos plokštės). (D) Buvo manoma, kad tik 1% viso tarpląstelinio Ca 2+ kiekio (kaip pavaizduota) yra laisvas (nepamaišytas). (E-F) Jonų apsisukimo potencialai ir (G-J) jonų koncentracijos edPR modelyje ilgą laiką nesiskyrė. Indeksai i, e, smėlis d nurodyti tarpląstelinė, tarpląstelinė, soma, ir dendritas, atitinkamai. (A-J) Stimulo pradžia buvo t = 10 s abiejuose modeliuose, o stimulo stiprumas buvo istim = 0.78μA/cm 2 PR modelyje (A-B) ir istim = 27pA „edPR“ modelyje (C-J). Išsamų naudojamų parametrų aprašymą rasite Metodų skyriuje Parametrizacijos.

PR modelio ir „edPR“ modelio modeliavimas, kai abu modeliai yra varomi pastoviu įėjimu, suteikiant jiems maždaug 3 Hz šaudymo dažnį. Modeliavimas apėmė 200 s biologinio laiko. (REKLAMA) 12 s somatinės membranos potencialo dinamikos pavyzdys ϕsm ir dendritinės (laisvos) Ca 2+ koncentracijos PR modelyje (A-B) ir „edPR“ modelis (C-D). Įprastas PR modelio šaudymo modelis (A-B) buvo išlaikytas per visą 200 s simuliaciją (įterptos plokštės), o „edPR“ modelis nustojo šaudyti ir įėjo į depoliarizacijos bloką t = 20 s. (D) Of the total amount of intracellular Ca 2+ , only 1% (as plotted) was assumed to be free (unbuffered). (E-F) Ionic reversal potentials and (G-J) ion concentrations in the edPR model varied throughout the simulation, and gradually diverged from baseline conditions. Indices i, e, s, and d indicate intracellular, extracellular, soma, ir dendrite, atitinkamai. Main panels show 12 s samples of the ion concentration dynamics, while insets show the dynamics over the full 200 s simulations. (A-J) Stimulus onset was t = 10 s in both models, and stimulus strength was istim = 1.55μA/cm 2 in the PR model (A-B) ir istim = 48pA in the edPR model (C-J). See the Parameterizations section in Methods for a full description of the parameters used.

To simulate scenario S1, the PR model (Fig 6A and 6B) and edPR model (Fig 6C–6J) were given a constant input (see figure caption) that gave them a firing rate of 1 Hz. Both models settled at a regular firing rate, and in neither of them the firing pattern changed over time, even in simulations of as much as an hour of biological time. For the edPR model, the S1 scenario is the same as that simulated for only a brief period in Fig 3. There, we observed that the ion concentrations gradually changed during the first seconds after the onset of stimulus (Fig 3E–3H). However, for endured firing, the ion concentrations and reversal potentials settled on a (new) dynamic steady state (Fig 6E–6J), where they deviated by ∼1-5 mM from the baseline concentrations during rest (i.e., for edPR receiving no input). The apparent “thickness” of the curves (e.g., the red curve for K + in Fig 6H) is due to concentration fluctuations at the short time scale of AP firing. However, after each AP, the homeostatic mechanisms managed to re-establish ionic gradients before the next AP occurred, so that no slow concentration-dependent effect developed in the edPR model at a long time scale.

To simulate scenario S2, the PR model (Fig 7A and 7B) and edPR model (Fig 7C–7J) were given a constant input (see figure caption) that gave them a firing rate of about 3 Hz. The PR model, which included no concentration-dependent effects, settled on a regular firing rate that it could maintain for an arbitrarily long time. Unlike the PR model, the edPR model did not settle at a steady state, but had a firing rate of ∼ 3 Hz only for a period of ∼ 5 s after stimulus onset. During this period, the ion concentrations gradually diverged from the baseline levels (Fig 7G–7J). The corresponding changes in ionic reversal potentials (Fig 7E and 7F) affected the neuron’s firing properties and caused its firing rate to gradually increase before it eventually entered the depolarization block and got stuck at about ϕm = −30mV. The main explanation behind the altered firing pattern was the change in the K + reversal potential, which, for example, at 9 s after stimulus onset (t = 19 s) had increased by as much as 20 mV from baseline. This shift led to a depolarization of the neuron, which explains both the (gradually) increased firing rate and the (final) depolarization block, i.e., the condition where ϕm could no longer repolarize to levels below the firing threshold, and AP firing was abolished due to a permanent inactivation of active Na + channels. Neuronal depolarization block is a well-studied phenomenon, which is often caused by high extracellular K + concentrations [65].

The homeostatic failure in S2 was due to the edPR model having a too high firing rate for the ion pumps and cotransporters to maintain ion concentrations close to baseline. The firing rate of 3 Hz was the limiting case (found by trial and error), i.e., for lower firing rates than this, the model could maintain regular firing for an arbitrarily long time. As many neurons can fire at quite high frequencies, a tolerance level of 3 Hz might seem a bit low, and we here provide some comments to this. Firstly, we note that the edPR model could fire at 3 Hz (and gradually higher frequencies) for about 9 s, and could also maintain a higher firing rate than this for a limited time. Secondly, the PR model, and thus the edPR model, represented a hippocampal CA3 neuron, which has been found to have an average firing rate of less than 0.5 Hz [66], so that endured firing of ≥ 3 Hz may be abnormal for these neurons. Thirdly, under biological conditions, glial cells, and in particular astrocytes, provide additional homeostatic functions [67] that were not accounted for in the edPR model, and the inclusion of such functions would probably increase the tolerance level of the neuron. Fourthly, the (3 Hz) tolerance level was a consequence of modeling choices and could be made higher, e.g., by increasing pump rates or compartment volumes. However, we did not do any model tuning in order to increase the tolerance level, as we, in light of the above arguments, considered a 3 Hz tolerance level to be acceptable.

The edPR model predicts homeostatic failure due to impaired homeostatic mechanisms

Above we simulated homeostatic failure occurring because the firing rate became too high for the homeostatic mechanisms to keep up (S2). Homeostatic failure may also occur due to impairment of the homeostatic mechanisms, either due to genetic mutations (see, e.g., [68]) or because the energy supply is reduced, such as after a stroke (see, e.g., [25]). Here, we have used the edPR model to simulate a version of this, i.e., a third scenario (S3) where the ATP-dependent mechanisms, that is, the 3Na + /2K + pumps and the Ca 2+ /2Na + exchangers, were turned off.

In S3, the neuron received no external input, so that the dynamics of the neuron was solely due to gradually dissipating transmembrane ion concentration gradients. After an initial transient, we observed a slow and gradual increase in the membrane potential for about 48 s (Fig 8A). This coincided with a slow and gradual change in the ion concentrations (Fig 8D–8G) and ionic reversal potentials (Fig 8B and 8C) due to predominantly passive leakage over the membrane.


Molecular and Cell Biology of Pain

5 Regulation of Intracellular Anion Concentrations

Chloride regulation depends on the coordination of several processes ( Fig. 2 ). Certain chloride leak channels have been suggested to reduce intracellular chloride concentration by acting as one-way valves. This idea stems from the observation that chloride channels like ClC-2 (gene clcn2) are more permeable to chloride exiting the cell than to chloride entering the cell. 35 Regardless of this differential permeability, which is referred to as rectification, the direction of chloride flux still depends on the chloride driving force. This means chloride will rarely if ever have the opportunity to exit the cell via ClC-2 because the chloride driving force is almost always in the opposite direction. Because the “valve” is imperfect, ClC-2 channels actually let chloride leak into the cell. 36

The failure of channels to let chloride out of the cell highlights the need for different ion transport mechanisms that can move chloride against its gradient. 37 Cotransporters, or symporters, move two or more ion species in the same direction across the cell membrane chloride can move against its gradient by piggybacking another ion that moves down its gradient. Exchangers, or antiporters, do effectively the same thing but by coupling the movement of ion species that flow in opposite directions across the membrane. The main chloride extruder in neurons is the potassium-chloride cotransporter 2 (KCC2) (gene slc12a5). KCC2 lets chloride piggyback potassium ions that flow down their gradient and out of the cell. The process is electroneutral because of the 1:1 stoichiometry of chloride and potassium. The process is not active insofar as it does not directly involve hydrolysis of ATP (and therefore it should not be referred to as pumping) instead, the process is secondarily active since KCC2 relies on the potassium gradient that is maintained by the sodium–potassium ATPase, which pumps potassium into the cell.

The sodium-potassium-chloride-cotransporter 1 or NKCC1 (gene slc12a2) is another important contributor to neuronal chloride homeostasis. NKCC1 harnesses the sodium gradient to move potassium and chloride into the cell, thus resulting in a high intracellular chloride concentration. This is of course the opposite to how KCC2 affects chloride. The relative expression of NKCC1 and KCC2 thus dictates the intracellular chloride concentration, notwithstanding the effects of chloride load through various chloride channels including activated GABAA and glycine channels. Several points should be noted. First, NKCC1 is strongly expressed early in development while KCC2 is only weakly expressed, but a developmental switch occurs that leads to the inverse pattern in adulthood. 38,39 In the rat spinal dorsal horn, Eanion appears to reach its mature value around 2 weeks after birth, 40 but full chloride extrusion capacity is not reached until 3–4 weeks after birth 41 in other words, chloride loads more readily overwhelm KCC2-mediated chloride extrusion in young neurons. Second, the developmental switch does not occur in primary afferent neurons, which means NKCC1 levels remain high, resulting in high intracellular chloride concentrations in those cells. 42,43 Third, NKCC1 and KCC2 are not expressed uniformly within even a single neuron, which can lead to high intracellular chloride in one compartment (such as the axon initial segment) and low intracellular chloride in other compartments (such as the soma and dendrites). 44,45 And lastly, the normal adult levels of KCC2 expression can be pathologically altered ( Section 8 ).

Some mention must be made about how electrophysiological recordings are conducted since this can (deliberately or inadvertently) lead to changes in intracellular chloride concentration. With the whole cell patch clamp technique, the cell membrane is ruptured to gain electrical access to the cell after sealing the patch pipette to the cell membrane consequently, the cytosol is dialyzed with the pipette solution. The pipette solution is often designed to have a chloride concentration approximating the natural intracellular level, but sometimes it deliberately has a high chloride concentration in order to increase the chloride driving force (e.g., to facilitate the detection of small inhibitory postsynaptic currents). Either approach is acceptable depending on the question being asked. But, in both cases, dialyzing the cell means that intracellular chloride is effectively clamped at or near the chloride level in the pipette solution, which is obviously not appropriate for measuring the natural chloride level in the cell. This problem can be solved by using the perforated patch technique. 46 That said, dialyzing the cell can be used to test extrusion capacity by determining whether the intracellular chloride concentration equilibrates with the pipette concentration or if the cell manages to maintain a lower level because of its extrusion mechanisms. 47,48 Moreover, in voltage clamp, membrane potential is abruptly changed and held at arbitrarily chosen values, which can lead to very unnatural chloride driving forces. As explained by Ratté and Prescott, 36 such experimental details must be carefully considered to avoid misinterpretations.

As already mentioned, bicarbonate flows out through activated GABAA and glycine receptors. The likelihood of bicarbonate efflux causing extracellular accumulation is low given the relatively unrestricted diffusion of bicarbonate in the extracellular space, but bicarbonate efflux can deplete intracellular bicarbonate levels and cause a drop in pH. 49 However, this tends not to occur under normal conditions because intracellular bicarbonate is replenished by the conversion of carbon dioxide and water to bicarbonate and protons by the enzyme carbonic anhydrase as a gas, carbon dioxide freely diffuses across the cell membrane. Intracellular bicarbonate can be depleted (and its efflux thus curtailed) through blockade of carbonic anhydrase by acetazolamide, 32 which can in fact have analgesic effects ( Section 9 ). Regulation of pH implicates other chemical reactions and transport mechanisms, and bicarbonate itself can be shuttled across the cell membrane in exchange for chloride. 50


Understanding intra and extracelullar concentrations (membrane potential) - Biology

The relative difference in electrical charge, or voltage, between the inside and the outside of a cell membrane, is called the membrane potential. It is generated by differences in permeability of the membrane to various ions and the concentrations of these ions across the membrane.

The Inside of a Neuron Is More Negative

The membrane potential of a cell can be measured by inserting a microelectrode into a cell and comparing the charge to a reference electrode in the extracellular fluid. The membrane potential of a neuron at rest&mdashthat is, a neuron not currently receiving or sending messages&mdashis negative, typically around -70 millivolts (mV). This is called the resting membrane potential. The negative value indicates that the inside of the membrane is relatively more negative than the outside&mdashit is polarized. The resting potential results from two major factors: selective permeability of the membrane, and differences in ion concentration inside the cell compared to outside.

Membrane Permeability

Cell membranes are selectively permeable because most ions and molecules cannot cross the lipid bilayer without help, often from ion channel proteins that span the membrane. This is because the charged ions cannot diffuse through the uncharged hydrophobic interior of membranes. The most common intra- and extracellular ions found in the nervous tissue are potassium (K + ), sodium (Na + ), chloride (Cl - ), and calcium (Ca 2+ ). When a neuron is at rest, potassium (K + ) channels are the main type of ion channel that is open&mdashallowing K + to migrate across the membrane. This permeability, together with the large intracellular concentrations, make the neuron&rsquos resting membrane potential determined mainly by the movement of K + .

Pumps Create Concentration Gradients

Differences in ion concentration between the inside and outside of neurons are primarily due to the activity of the sodium-potassium (Na + / K + ) pump&mdasha transmembrane protein that continuously pumps three Na + ions out of the cell for every two K + ions it pumps in. This establishes concentration gradients, with a higher concentration of Na + ions outside of neurons and a higher concentration of K + ions inside.

Since the membrane is primarily permeable to K + at rest&mdashdue to the open K + channels&mdashK + can diffuse down its concentration gradient to the region of lower concentration, out of the cell. These positive charges leaving the cell, combined with the fact that there are many negatively charged proteins inside the cell, causes the inside to be relatively more negative.

Eventually, outward diffusion of K + is balanced by the electrostatic repulsion of positive charges accumulating outside the cell, and electrochemical equilibrium is reached. The net effect is the observed negative resting potential. The resting potential is very important in the nervous system because changes in membrane potential&mdashsuch as the action potential&mdashare the basis for neural signaling.

Beware the Puffer Fish

Pufferfish is not often found on many seafood menus outside of Japan, in part because they contain a potent neurotoxin. Tetrodotoxin (TTX) is a very selective voltage-gated sodium channel blocker that is lethal in minimal doses. The median lethal dose (LD50) for mice is 334 &mug/kg, compared to 8.5 mg/kg for potassium cyanide. It has also served as an essential tool in neuroscience research. The toxin blocks the flow of Na + into the cell when the channel opens. It, therefore, disrupts action potentials&mdashbut not the resting membrane potential&mdashand can be used to silence neuronal activity. Its mechanism of action was demonstrated by Toshio Narahashi and John W. Moore at Duke University, working on the giant lobster axon in 1964.

Cardozo, David. &ldquoAn Intuitive Approach to Understanding the Resting Membrane Potential.&rdquo Advances in Physiology Education 40, ne. 4 (November 11, 2016): 543&ndash47. [Source]

NARAHASHI, Toshio. &ldquoTetrodotoxin &mdashA Brief History&mdash.&rdquo Proceedings of the Japan Academy. Series B, Physical and Biological Sciences 84, ne. 5 (May 2008): 147&ndash54. [Source]


Passive Transport

The most direct forms of membrane transport are passive. Passive transport is a naturally occurring phenomenon and does not require the cell to exert any of its energy to accomplish the movement. In passive transport, substances move from an area of higher concentration to an area of lower concentration. A physical space in which there is a range of concentrations of a single substance is said to have a concentration gradient.

Selective Permeability

Plasma membranes are asymmetric: the interior of the membrane is not identical to the exterior of the membrane. In fact, there is a considerable difference between the array of phospholipids and proteins between the two leaflets that form a membrane. On the interior of the membrane, some proteins serve to anchor the membrane to fibers of the cytoskeleton. There are peripheral proteins on the exterior of the membrane that bind elements of the extracellular matrix. Carbohydrates, attached to lipids or proteins, are also found on the exterior surface of the plasma membrane. These carbohydrate complexes help the cell bind substances that the cell needs in the extracellular fluid. This adds considerably to the selective nature of plasma membranes (Figure 1).

Figure 1. The eukaryotic plasma membrane is a phospholipid bilayer with proteins and cholesterol embedded in it.

Recall that plasma membranes are amphiphilic: they have hydrophilic and hydrophobic regions. This characteristic helps the movement of some materials through the membrane and hinders the movement of others. Lipid-soluble material with a low molecular weight can easily slip through the hydrophobic lipid core of the membrane. Substances such as the fat-soluble vitamins A, D, E, and K readily pass through the plasma membranes in the digestive tract and other tissues. Fat-soluble drugs and hormones also gain easy entry into cells and are readily transported into the body’s tissues and organs. Molecules of oxygen and carbon dioxide have no charge and so pass through membranes by simple diffusion.

Polar substances present problems for the membrane. While some polar molecules connect easily with the outside of a cell, they cannot readily pass through the lipid core of the plasma membrane. Additionally, while small ions could easily slip through the spaces in the mosaic of the membrane, their charge prevents them from doing so. Ions such as sodium, potassium, calcium, and chloride must have special means of penetrating plasma membranes. Simple sugars and amino acids also need help with transport across plasma membranes, achieved by various transmembrane proteins (channels).

Diffusion

Diffusion is a passive process of transport (see Figure 2). A single substance tends to move from an area of high concentration to an area of low concentration until the concentration is equal across a space. You are familiar with diffusion of substances through the air.

For example, think about someone opening a bottle of ammonia in a room filled with people. The ammonia gas is at its highest concentration in the bottle its lowest concentration is at the edges of the room. The ammonia vapor will diffuse, or spread away, from the bottle, and gradually, more and more people will smell the ammonia as it spreads. Materials move within the cell’s cytosol by diffusion, and certain materials move through the plasma membrane by diffusion (Figure 3). Diffusion expends no energy. On the contrary, concentration gradients are a form of potential energy, dissipated as the gradient is eliminated.

Figure 3. Diffusion through a permeable membrane moves a substance from an area of high concentration (extracellular fluid, in this case) down its concentration gradient (into the cytoplasm). (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

Each separate substance in a medium, such as the extracellular fluid, has its own concentration gradient, independent of the concentration gradients of other materials. In addition, each substance will diffuse according to that gradient. Within a system, there will be different rates of diffusion of the different substances in the medium.

Facilitated Transport

In facilitated transport, also called facilitated diffusion, materials diffuse across the plasma membrane with the help of membrane proteins. A concentration gradient exists that would allow these materials to diffuse into the cell without expending cellular energy. However, these materials are ions or polar molecules that are repelled by the hydrophobic parts of the cell membrane. Facilitated transport proteins shield these materials from the repulsive force of the membrane, allowing them to diffuse into the cell.

The material being transported is first attached to protein or glycoprotein receptors on the exterior surface of the plasma membrane. This allows the material that is needed by the cell to be removed from the extracellular fluid. The substances are then passed to specific integral proteins that facilitate their passage. Some of these integral proteins are collections of beta pleated sheets that form a pore or channel through the phospholipid bilayer. Others are carrier proteins which bind with the substance and aid its diffusion through the membrane.

Channels

Figure 4. Facilitated transport moves substances down their concentration gradients. They may cross the plasma membrane with the aid of channel proteins. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

The integral proteins involved in facilitated transport are collectively referred to as transport proteins, and they function as either channels for the material or carriers. In both cases, they are transmembrane proteins. Channels are specific for the substance that is being transported. Channel proteins have hydrophilic domains exposed to the intracellular and extracellular fluids they additionally have a hydrophilic channel through their core that provides a hydrated opening through the membrane layers (Figure 4). Passage through the channel allows polar compounds to avoid the nonpolar central layer of the plasma membrane that would otherwise slow or prevent their entry into the cell. Aquaporins are channel proteins that allow water to pass through the membrane at a very high rate.

Channel proteins are either open at all times or they are “gated,” which controls the opening of the channel. The attachment of a particular ion to the channel protein may control the opening, or other mechanisms or substances may be involved. In some tissues, sodium and chloride ions pass freely through open channels, whereas in other tissues a gate must be opened to allow passage. An example of this occurs in the kidney, where both forms of channels are found in different parts of the renal tubules. Cells involved in the transmission of electrical impulses, such as nerve and muscle cells, have gated channels for sodium, potassium, and calcium in their membranes. Opening and closing of these channels changes the relative concentrations on opposing sides of the membrane of these ions, resulting in the facilitation of electrical transmission along membranes (in the case of nerve cells) or in muscle contraction (in the case of muscle cells).

Carrier Proteins

Another type of protein embedded in the plasma membrane is a carrier protein. This aptly named protein binds a substance and, in doing so, triggers a change of its own shape, moving the bound molecule from the outside of the cell to its interior (Figure 5) depending on the gradient, the material may move in the opposite direction. Carrier proteins are typically specific for a single substance. This selectivity adds to the overall selectivity of the plasma membrane. The exact mechanism for the change of shape is poorly understood. Proteins can change shape when their hydrogen bonds are affected, but this may not fully explain this mechanism. Each carrier protein is specific to one substance, and there are a finite number of these proteins in any membrane. This can cause problems in transporting enough of the material for the cell to function properly. When all of the proteins are bound to their ligands, they are saturated and the rate of transport is at its maximum. Increasing the concentration gradient at this point will not result in an increased rate of transport.

Figure 5. Some substances are able to move down their concentration gradient across the plasma membrane with the aid of carrier proteins. Carrier proteins change shape as they move molecules across the membrane. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

An example of this process occurs in the kidney. Glucose, water, salts, ions, and amino acids needed by the body are filtered in one part of the kidney. This filtrate, which includes glucose, is then reabsorbed in another part of the kidney. Because there are only a finite number of carrier proteins for glucose, if more glucose is present than the proteins can handle, the excess is not transported and it is excreted from the body in the urine. In a diabetic individual, this is described as “spilling glucose into the urine.” A different group of carrier proteins called glucose transport proteins, or GLUTs, are involved in transporting glucose and other hexose sugars through plasma membranes within the body.

Channel and carrier proteins transport material at different rates. Channel proteins transport much more quickly than do carrier proteins. Channel proteins facilitate diffusion at a rate of tens of millions of molecules per second, whereas carrier proteins work at a rate of a thousand to a million molecules per second.

Osmosis

Osmosis is the movement of water through a semipermeable membrane according to the concentration gradient of water across the membrane, which is inversely proportional to the concentration of solutes. While diffusion transports material across membranes and within cells, osmosis transports only water across a membrane and the membrane limits the diffusion of solutes in the water. Not surprisingly, the aquaporins that facilitate water movement play a large role in osmosis, most prominently in red blood cells and the membranes of kidney tubules.

Mechanism

Figure 6. In osmosis, water always moves from an area of higher water concentration to one of lower concentration. In the diagram shown, the solute cannot pass through the selectively permeable membrane, but the water can.

Osmosis is a special case of diffusion. Water, like other substances, moves from an area of high concentration to one of low concentration. An obvious question is what makes water move at all? Imagine a beaker with a semipermeable membrane separating the two sides or halves (Figure 6). On both sides of the membrane the water level is the same, but there are different concentrations of a dissolved substance, or solute, that cannot cross the membrane (otherwise the concentrations on each side would be balanced by the solute crossing the membrane). If the volume of the solution on both sides of the membrane is the same, but the concentrations of solute are different, then there are different amounts of water, the solvent, on either side of the membrane.

To illustrate this, imagine two full glasses of water. One has a single teaspoon of sugar in it, whereas the second one contains one-quarter cup of sugar. If the total volume of the solutions in both cups is the same, which cup contains more water? Because the large amount of sugar in the second cup takes up much more space than the teaspoon of sugar in the first cup, the first cup has more water in it.

Returning to the beaker example, recall that it has a mixture of solutes on either side of the membrane. A principle of diffusion is that the molecules move around and will spread evenly throughout the medium if they can. However, only the material capable of getting through the membrane will diffuse through it. In this example, the solute cannot diffuse through the membrane, but the water can. Water has a concentration gradient in this system. Thus, water will diffuse down its concentration gradient, crossing the membrane to the side where it is less concentrated. This diffusion of water through the membrane—osmosis—will continue until the concentration gradient of water goes to zero or until the hydrostatic pressure of the water balances the osmotic pressure. Osmosis proceeds constantly in living systems.

Tonicity

Tonicity describes how an extracellular solution can change the volume of a cell by affecting osmosis. A solution’s tonicity often directly correlates with the osmolarity of the solution. Osmolarity describes the total solute concentration of the solution. A solution with low osmolarity has a greater number of water molecules relative to the number of solute particles a solution with high osmolarity has fewer water molecules with respect to solute particles. In a situation in which solutions of two different osmolarities are separated by a membrane permeable to water, though not to the solute, water will move from the side of the membrane with lower osmolarity (and more water) to the side with higher osmolarity (and less water). This effect makes sense if you remember that the solute cannot move across the membrane, and thus the only component in the system that can move—the water—moves along its own concentration gradient. An important distinction that concerns living systems is that osmolarity measures the number of particles (which may be molecules) in a solution. Therefore, a solution that is cloudy with cells may have a lower osmolarity than a solution that is clear, if the second solution contains more dissolved molecules than there are cells.

Hypotonic Solutions

Three terms—hypotonic, isotonic, and hypertonic—are used to relate the osmolarity of a cell to the osmolarity of the extracellular fluid that contains the cells. In a hypotonic situation, the extracellular fluid has lower osmolarity than the fluid inside the cell, and water enters the cell. (In living systems, the point of reference is always the cytoplasm, so the prefix hypo– means that the extracellular fluid has a lower concentration of solutes, or a lower osmolarity, than the cell cytoplasm.) It also means that the extracellular fluid has a higher concentration of water in the solution than does the cell. In this situation, water will follow its concentration gradient and enter the cell.

Hypertonic Solutions

As for a hypertonic solution, the prefix hyper– refers to the extracellular fluid having a higher osmolarity than the cell’s cytoplasm therefore, the fluid contains less water than the cell does. Because the cell has a relatively higher concentration of water, water will leave the cell.

Isotonic Solutions

In an isotonic solution, the extracellular fluid has the same osmolarity as the cell. If the osmolarity of the cell matches that of the extracellular fluid, there will be no net movement of water into or out of the cell, although water will still move in and out. Blood cells and plant cells (Figure 7) in hypertonic, isotonic, and hypotonic solutions take on characteristic appearances.

Practice Question

Figure 7. Osmotic pressure changes the shape of red blood cells in hypertonic, isotonic, and hypotonic solutions. The turgor pressure within a plant cell depends on the tonicity of the solution that it is bathed in. (credit: modification of work by Mariana Ruiz Villareal)

A doctor injects a patient with what the doctor thinks is an isotonic saline solution. The patient dies, and an autopsy reveals that many red blood cells have been destroyed. Do you think the solution the doctor injected was really isotonic?

Video Review

Watch this review of osmosis and diffusion

In Summary: Passive Transport

No energy is required. The “driving force” is a difference in the concentration of a substance on one side of the membrane compared that on the other side.

  • Simple diffusion (O2, CO2, H20. Water and nonpolar molecules).
    • Osmosis is a special kind of simple diffusion for water only.
    • Example: a plant cell has a cell wall and is full and happy when placed in water (a hypotonic solution). An animal cell does not have a cell wall and will swell and burst if placed in water. This is why a patient should never receive an IV injection of water: it will cause their red blood cells to burst.
    • Carrier proteins
    • Channel proteins (such as ion channels or aquaporin)

    Žodynėlis

    extracellular fluid (ECF): fluid exterior to cells includes the interstitial fluid, blood plasma, and fluids found in other reservoirs in the body

    fluid compartment: fluid inside all cells of the body constitutes a compartment system that is largely segregated from other systems

    hydrostatic pressure: pressure exerted by a fluid against a wall, caused by its own weight or pumping force

    interstitial fluid (IF): fluid in the small spaces between cells not contained within blood vessels

    intracellular fluid (ICF): fluid in the cytosol of cells